la biosíntesis de etileno

Introducción

Etileno como hormona vegetal

El etileno (C2H4) es una hormona producida por la mayor parte de las plantas superiores, a una tasa variable de acuerdo con el tejido, con el órgano en cuestión, y respecto al estado de desarrollo (Lieberman, 1979). Esta hormona tiene influencia en varios aspectos del crecimiento y diferenciación de las plantas, como por ejemplo en la germinación, maduración de frutos, señalización de la muerte celular, formación de aerénquimas, variación de los índices de crecimiento, entre otros (Morgan & Drew, 1997).

Para além del etileno, existen otros reguladores del crecimiento de las plantas que influyen la biosíntesis del mismo, como por ejemplo, el ácido abscísico, citocininas, auxinas, metil-jasmonatos, brassinosteroides, poliaminas y también variaciones del medio natural en el cual la planta se inserte (Mttoo & Suttle, 1991).

Muchos tejidos que, normalmente, sintetizan mucho poco etileno, aumentan la síntesis de esta hormona cerca de 3 a 10 veces mas cuando están sujetos a varios tipos de stress, como por ejemplo, lesiones químicas, variación de la temperatura, hipóxia, variación de la concentración iónica, lesiones mecánicas, entre otros. Esto es, existe una variedad de factores extrínsecos (determinados químicos) y ambientales que inducen o inhiben su producción (Mattoo & Suttle, 1991).

La acción fundamental del etileno parece ser sobre las membranas celulares (plasmalema y membranas intracelulares). Esta hormona determina (de modo aún desconocido) el aumento de la concentración de peroxidasas que aumentan la hidroxiprolina en la pared celular, la cual provoca un aumento de la intensidad en la ligación entre proteínas y polisacáridos en la pared celular, perdiendo esta su elasticidad (Garcidueñas & Rovalo, 1985).

Fue propuesta la existencia de una molécula receptora de etileno que puede desencadenar una serie de reacciones, estando ésta, con todo, sujeta a una rápida disociación. El mecanismo propuesto fue el siguiente: de la ligación hormona (etileno) y receptor resultará una transducción de señal mediada por una cascada de MAP quinasas, desencadenando un conjunto de alteraciones en la célula con diferentes consecuencias a nivel fisiológico para la planta, como por ejemplo, existir un aumento de la concentración de calcio citosólico, distrucción de células corticales y formación de aerénquimas (Garcidueñas & Rovalo, 1985).

Otra alternativa del modo de acción del etileno es que ocurra una reacción no local de recepción de la hormona, dando origen a la formación de otras moléculas reactivas con acción fisiológica (Garcidueñas & Rovalo, 1985).

Las hormonas vegetales interactuan en diversos procesos, pero es el etileno el que parece ser el modelador primordial (en condiciones adversas) de la expresión hormonal a través de su efecto sobre la permeabilidad de las membranas celulares y a través de interacciones con otras hormonas como las auxinas, giberelinas e abscisinas (Garcidueñas & Rovalo, 1985).

Biosíntesis del etileno

Vía de la metionina

El etileno es sintetizado, preferencialmente, a partir del aminoácido metionina, vía s-adenosil-l-metionina (SAM), que a su vez es convertido a un aminoácido compuesto por cuatro átomos de carbono, el ácido 1-aminociclopropano-1carboxílico (ACC) (Kende, 1993).

En simultaneidad con la conversión del sustrato SAM a ACC existe también, a partir del sustrato SAM, síntesis de S’-metiltioadenosina (MTA), la cual es usada para la síntesis de una nueva molécula de metionina, podiendo de este modo, ser mantenidas elevadas tasas de síntesis de etileno, mismo que el pool de metionina libre sea reducido (Yang & Hoffman, 1984).

La formación del etileno, a partir del ACC, concierne a una reacción que requiere la presencia de oxígeno, representando el punto donde la vía biosintética será inhibida por niveles reducidos de oxígeno (Mattoo & Suttle, 1991). Así como la concentración de oxígeno, existen otros factores ambientales que determinan variaciones en la tasa de biosíntesis del etileno, como por ejemplo, la temperatura, la variación de la concentración iónica, situaciones de stress hídrico, mecánico, entre otros que inducen o inhiben la síntesis del etileno (Kende, 1993).

Para além de la conversión del ACC en etileno, este aún puede ser convertido en los conjugados de ACC, malonil-ACC (MACC) o glutamil-ACC (GACC) a través del enzima malonil transferasa (Mansour et al., 1986). Estudios fisiológicos de la relación entre niveles endógenos de ACC, MACC y producción de etileno, sugieren que el MACC/ GACC no desempeña un papel regulador de la producción de etileno, con todo, la tasa de formación de MACC afecta a los niveles endógenos de ACC y consecuentemente a la producción de etileno (Mattoo & Suttle, 1991).

Los enzimas que catalizan las sucesivas reacciones que conduzen a la metionina hasta el etileno son: la SAM -sintetasa (ATP: metionina S-adenosiltransferase, EC 2.5.1.6), que convierte el aminoácido metionina a SAM; la ACC –sintasa (S-adenol-L-metionina-metiltioadenosina-liase, EC 4.4.1.14), que convierte la SAM a ACC; la ACC-oxidasa también designada por E.F.E., o sea, enzima formador de etileno, que convierte la ACC y etileno (Mattoo & Suttle, 1991).

Enzimas ACC -sintasa y ACC - oxidasa

ACC - sintasa (ACCS)

La ACC-sintasa es una enzima citosólica, exclusiva de plantas superiores que requiere fosfato piridoxal como co-factor. Utiliza la SAM como sustrato específico y presenta valores de Km entre 13 y 60 
M (Boller et al., 1979). El pH óptimo verificado fue de 8,5 y la masa molecular de la enzima, extraída y purificada a partir de tomate, fue de 48 KDa (Yu et al., 1979).

Esta enzima es regulada a nível post -transcripcional, por fosforilación y desfosforilación (siendo su forma fosforilada la activa), y aún por inductores como las auxinas, inhibidores como las poliaminas, el etileno, entre otros (Kende & Boller, 1981).

En varias especies vegetales ha sido demostrado que los genes que codifican la ACC-sintasa pertenecen a una familia multigénica y que, diferencialmente, responden a factores y a condiciones fisiológicas promotoras de la síntesis del etileno, como en el caso de la maduración de los frutos y de herimientos mecánicos (Mattoo & Suttle, 1991).


ACC - oxidasa (ACCO)

Desde el inicio de la realización de algunos estudios sobre el etileno, se sospechó que la producción de esta hormona envolvería algunas etapas asociadas a un sistema membranar, en la medida en que se constató, que la síntesis de esta hormona dependía de la concentración de cálcio e de la presencia de agentes hipofílicos actuantes en las membranas de las células vegetales (Lieberman, 1979). Una vez descubierto que las vacuolas eran los orgánulos mas pequeños de las células que exiben actividad de oxidación del ACC y que esa actividad era inhibida por ionóforos, y cesada por la lisis de esos orgánulos, se llegó a la conclusión de que la actividad de la ACC-oxidasa implica integridad membranar y de los tejidos (Mattoo & Suttle, 1991).

La regulación de esta enzima consiste en un proceso de control, de la biosíntesis do etileno, mas " fino", una vez que el control de los niveles basales de la hormona es ejercido a través de la regulación de la ACC-sintasa, siendo a reacción que ésta cataliza la que limita la tasa de producción de la hormona vegetal (Lieberman, 1979).

La actividad de esta enzima puede ser alterada por la presencia de radicales libres, dióxido de carbono, etileno, cloreto de cobalto, poliaminas, triton X-100, variaciones de temperatura, luz, entre otros (Mattoo & Suttle, 1991).


Vías alternativas de síntesis de etileno

Como ya se ha referido, el ACC es el intermediario de la vía de biosíntesis del etileno a partir del aminoácido metionina o del 
-ceto-metilbutirato (derivado de la metionina por transaminación, a través de una peroxidasa, en la presencia del ión manganeso, del ión sulfito, oxígeno, algunos fenoles y peróxidos de oxígeno). La conversión del ACC en etileno es hecha, en gran parte, a tráves del enzima ACCO. Con todo, existen trabajos que refieren la existencia de otra enzima, la IAA-oxidase, que también convierte el ACC en etileno presentando esta, una actividad mucho inferior a la del enzima ACCO (Vioque & Vioque, 1981).

La actividad del enzima IAA-oxidase (IAAO) puede ser alterada en la presencia de co-factores (ácido salicílico), del ión manganeso, del cobalto, de captadores de radicales libres, de cianeto de potássio, entre otros (Vioque & Vioque, 1981).

Para além de estas dos vías de formación de etileno, ambas a partir del sustrato ACC, existe, aún, otra vía posible de síntesis de esta hormona en condiciones de stress. En estas condiciones, las plantas son capaces de sintetizar etileno a partir del ácido linoleico, proceso designado por lipoperoxidación, siendo esta vía inhibida por el compuesto aminoetoxivinil glicina (AVG) (Matto & Suttle, 1991).

El efecto de la luz en la biosíntesis de etileno

El efecto de la luz en la biosíntesis de etileno es presentado en la literatura de un modo controvertido.

Existen autores, como Kao y Yang(1982); Grodzinski et al., (1983); Philosoph - Hadas et al., (1986); Jiao et al., (1987), que defienden la hipótesis de la luz desempenñando un papel indutor en la síntesis del etileno, con todo otros autores, como Gepstein y Thimann, (1980), Wright, (1981); De Laat et al., (1981), realizaran estudios indicativos de que la síntesis de etileno es inhibida por la luz.

La luz afecta a la biosíntesis del etileno, de un modo negativo en la medida en que estimula la conjugación del ACC a MACC y GACC (Jiao et al., 1987), limitando la disponibilidad del sustrato ACC para la enzima ACCO y la consecuente conversión del mismo en etileno (Zacarías et al., 1990b). En tanto, el aumento de síntesis de MACC y el rápido declínio de los niveles de ACC no son consecuencia de un aumento de la actividad de la enzima malonil transferasa, visto que tal no se verifica (Mattoo & Suttle, 1991). El mecanismo a través del cual la luz actua es aún desconocido (Gepstein & Thimann, 1980).

Como ya se ha referido, para além del efecto inhibitório de la luz en la síntesis de etileno, esta puede aún tener un efecto promotor en la síntesis de esta hormona. En células de citrinos incubadas a la luz, se verificó que existe un aumento de la síntesis de etileno, en relación a las células que fueran incubadas en la oscuridad (Zacarías et al., 1990a). Transferiendo estas mismas células de la luz para la oscuridad, se verificó que existía una significativa inibición de la enzima ACCO con la consecuente disminución de la concentración de etileno. Paralelamente, otras experiencias fueron realizadas, pero la transferencia de estas células fue de la oscuridad para la luz, verificándose un aumento de la síntesis de etileno (Zacarías et al., 1990a). Con base en estos resultados se propuso la existencia de un mecanismo (aún desconocido) de estimulación de la enzima ACCO por la luz, verificándose que esta estimulación no es irreversible, en la medida en que existen compuestos como el cloreto de cobalto y las ciclohexamidas que inhiben la actividad de esta enzima mismo en condiciones de iluminación (Zacarías et al., 1990a).

Trabajos mas recientes, que los referidos anteriormente, fueron realizados en el ámbito de estudiarse una posible variación de la síntesis de etileno con la aplicación de diferentes intensidades de iluminación.

En las plantas superiores se verificó que existía un complejo proteico (cromóforo) designado por fitocromo B, habiendo sido identificados varios tipos de fitocromo B desempeñando funciones diferentes (Scott et al., 1999). Una de esas funciones parece ser la de control del ritmo circadiano de etileno. Se verificó la existencia de ritmos circadianos de la tasa de etileno producido (en un período aproximadamente de 24 horas), así como de la expresión del mRNA de las enzimas ACCO y ACCS controladas posiblemente por el fitocromo B (Scott et al., 1998).


El efecto del dióxido de carbono en la biosíntesis de etileno

En expereências con hojas de citrinos se verificó que el CO2 es un fuerte promotor de la síntesis de etileno (Mattoo & Suttle, 1991). Zacarías et al., (1990a) propusieran que la inhibición de la síntesis de etileno por la luz, en esos tejidos, pudiese resultar de una disminución de la concentración de dióxido de carbono. Se observó que, existiendo una fuente externa de CO2, en condiciones de iluminación de los tejidos, la producción de etileno aumentaba significativamente en relación a la producción de etileno en condiciones de oscuridad en que el CO2 no promueve la síntesis de la hormona (Zacarías et al., 1990a).

Kao y Yang (1982) verificaron que en tejidos verdes (hojas de tabaco) iluminados, el CO2 promueve grandemente la producción de etileno sin, entretanto, influenciar, significativamente, los niveles endógenos de ACC, y que la conversión de ACC exógeno en etileno es inhibida por la luz, siendo este proceso reversible en la presencia de CO2 (Mattoo & Suttle, 1991). Trabajos posteriores, realizados en hojas de tabaco, sugieren que el CO2, para além de promover la actividad de la enzima ACCO (Fuhrer, 1984; Preger & Gepstein 1984; Philosoph -Hadas et al., 1986; Cheverry et al., 1988), puede aún inducir la síntesis de la mismo (Philosoph-Hadas et al., 1986), siendo este un proceso dependiente de la concentración de esta molécula (CO2) (Zacarías et al., 1990a).

En situaciones en que el CO2 presente sea suficiente, la luz se vuelve un factor limitante para la síntesis de etileno, sugiriendo que la mayor parte de la hormona formada por los tejidos fotosintéticos es controlada directamente por la disponibilidad de CO2 (Mattoo & Suttle, 1991).

Etileno y tasas de crecimiento

Como ya se ha referido anteriormente, el etileno desempeña varios papeles en el metabolismo de las células vegetales, entre los cuales la regulación de las tasas de crecimiento.

La inducción de la síntesis de etileno tiene como consecuencia una inhibición del alargamiento de las células vegetales, donde variados y complejos mecanismos parecen estar envueltos (Scott et al., 1999).

Primeramente, se propone que el etileno estuviese envuelto en la promoción de la reorganización de microtúbulos corticales, diminuyendo el alargamiento de los tejidos y aumentando laa expansión radial. Posteriormente, se sugirió que la hormona en causa estuviese envuelta en la regulación de la expresión de peroxidasas pertenecientes a las paredes celulares de las células, envueltas en la extensibilidad y crecimiento celulares (Smalle & Straeten, 1997). De hecho, la inducción de la expansión celular por el etileno está relacionada con la promoción de la actividad de peroxidasas y con la disminución de H2O2 contenido en las paredes celulares de las células expandidas. Existe una regulación de la actividad de las enzimas peroxidasas y, consecuentemente, de los niveles de H2O2 por el etileno, pudiendo de este modo controlar el alargamiento y la dirección del crecimiento de tejidos y órganos vegetales (Smalle & Straeten, 1997).



Material y procedimiento experimental

Material vegetal

Fueron utilizados raíces e hipocótilos de plántulas de Lupinos albus, con 4 días de edad, obtenidos a partir de semillas de una variedad regional, proveniente de suelos graníticos del planalto beirão.

Germinación de las semillas

Semillas de L. albus previamente seleccionadas y con diámetro cerca de 8 mm, fueron sumergidas durante 5 minutos en una solución de hipoclorito de sodio a 10%.

Después de la desinfección, las semillas fueron transferidas para cajas de petri (cerca de 12 semillas por caja) forradas con 2 hojas de papel de filtro, embebidas en diferentes soluciones: lote I) agua ultra-pura; lote II) 1: 2 de la mezcla AOA (ácido aminoxiacético) + CoCl2 (cloreto de cobalto). Las cajas fueron incubadas en estufas en oscuridad (lotes I e II) y a la luz (lote II) a la temperatura de 25ºC, durante 24 horas. Después de este período de tiempo, las semillas fueron transferidas para nuevas cajas de petri, igualmente forradas con papel de filtro, embebidas en agua ultra-pura, habiendo sido mantenidas en las condiciones de incubación referidas durante 72 horas*.

El control de estos ensayos fue hecho en las mismas condiciones, habiendo sido mantenidas las semillas apenas en agua ultra-pura durante 96 horas desde el inicio del ensayo.



* Paralelamente fueron hechos ensayos en las mismas condiciones de incubación y de temperatura, habiendo las semillas, permanecido las primeras 24h en agua ultra-pura y las restantes 72h en las diferentes soluciones anteriormente referidas. Estos ensayos no tuvieron continuidad, en la medida en que los resultados indicaron la existencia de un mayor efecto de las diferentes soluciones aplicadas durante las primeras 24 h de germinación.

Aislamiento del material vegetal (Raíces e hipocótilos)

Después de 96 horas de germinación de las semillas, las cajas de petri fueron retiradas de la estufa y se procedió al aislamiento de raíces e hipocótilos de las plántulas, resultantes de la germinación de las semillas. Con la ayda de una lámina, afilada y fina, se hicieron 2 cortes: 1) corte entre el cotiledón y el hipocótilo; 2) corte entre el hipocótilo y la raíz.



Determinaciones

Índices de crecimiento

Alargamiento de raíces e hipocótilos

La medición del alargamiento del material vegetal (raíces e hipocótilos) fue hecha con la ayuda de una regla graduada, midiendose el comprimento de 3 conjuntos de 3 raíces e 3 hipocótilos.

Peso fresco de raíces e hipocótilos.

Se pesaron 3 conjuntos de 3 raíces e 3 hipocótilos colocados, separadamente, en cajas de papel de alumínio previamente pesadas. Los pesajes fueron realizadas en triplicado.

Peso seco de raíces e hipocótilos.

Cajas de aluminio, conteniendo el material vegetal, fueron colocadas en una estufa a 80ºC durante 3 días. Pasado este período, se procede al pesaje de las cajas, habiendo sido hechos pesajes en triplicado.

Cuantificación de etileno

Después del aislamiento del material (raíces e hipocótilos), conjuntos de 3 raíces y 3 hipocótilos fueron colocados, separadamente, en frascos de 23,48 ml y 16,75 ml. Los frascos fueron cerrados con rollas septadas, las cuales fueron envueltas con parafilm.

Se siguió un período de incubación del material durante 3 horas.

El material, cuyas semillas fueron germinadas en agua ultra-pura y en una solución de AOA+CoCl2, fue incubado en estufas con y sin iluninación, a la temperatura de 25º C.

Pasadas las 3 horas de incubación, se retiraron de la atmosfera gaseosa, de los diferentes frascos, aliquotas de 1 ml, las cuales fueron inyectadas cromatógrafo PYE Unicam Série 204, con columna de Porapak Q de 1500 mm de comprimento y 4 mm de diámetro y un detector de ionización de llama. Las temperaturas usuales de análisis fueron 90 C para la columna y de 150 C para el detector. El injector se mantiene a la temperatura ambiente. El flujo de gas de arraste (azoto) fue de 30 ml. min-1 y los flujos de los gases de ionización, hidrógeno y aire fue de 33 ml. min-1 y 300 ml. min-1, respectivamente.

El tiempo de retención del etileno fuei de, aproximadamente, 2,3 minutos. Las cantidades de etileno fueron determinadas por comparación con la media de las áreas de los picos – patrón de etileno. La concentración patrón del etileno fue de 29 ppm.

El cálculo de la concentración de etileno fue hecho a través de la siguiente expresión:

[Ea] = ([Ep]  a  (V – va) ) / (A  20  p.s.) (mml/g p.s.)

[Ea] – Concentración de etileno de la muestra
[Ep] – Concentración de etileno del patrón (29 ppm)
a – área de la muestra
V – volumen del frasco (ml)
va – volumen de la muestra (ml)
A – área del patrón
p.s. – peso seco de la muestra (g)

El valor 20 representa la razón entre las sensibilidades usadas para la cuantificación de etileno del patrón (10  64) y para la quantificación de etileno de la muestra (1  32).

Cuantificación del dióxido de carbono

El proceso de aislamiento y incubación del material vegetal fue semejante al usado en la cuantificación de etileno.

Después de 3 horas de incubación se retiraron de la muestra gaseosa, de los diferentes frascos, alíquotas de 1 ml que fueron, posteriormente, inyectadas en un cromatógrafo GC 800 Unicam Série 104, con detector de condutibilidad térmica.

Las temperaturas usuales de análisis fueron de 100C para la columna y para el detector. El inyector se mantiene a la temperatura ambiente. El gas arrastador usado fue el hidrógeno. El tiempo de retención del dióxido de carbono fue de, aproximadamente, 3,15 minutos. Las cantidades de dióxido de carbono fueron determinadas por comparación con la media de las áreas de los picos – padrão de dióxido de carbono. El porcentaje padrão de dióxido de carbono fue de 5%.

El cálculo de la concentración de dióxido de carbono fue hecho a través de la siguiente expresión:

[CO2] = (5  a  (V-va)) / (A  102  p.s.) (mml/g p.s.)

[CO2] – Concentración de dióxido de carbono
5 – porcentaje de dióxido de carbono del patrón
a – área de la muestra
V – volumen del frasco (ml)
va – volumen de la muestra (ml)
A – área del patrón
102 – volumen del patrón (ml)
p.s. – peso seco de la muestra (g)

Determinación de la actividad de las enzimas ACCO y ACCS

La determinación de las actividades enzimáticas de ambas enzimas (ACCO y ACCS) fue realizada a través de una análisis semejante a la descrita por Mansour et al., (1986).

Cuantificación de la ACC y de la MACC

La cuantificación de la ACC y de la MACC fue determinada según el método descrito por Lizada & Yang (1979).

Análisis estadístico

Fueron calculadas las medias y los errores - patrón de las diferentes muestras, y la comparación de estas fue hecha por el test t, siendo las diferencias consideradas significativas al nivel de 5%.

Resultados y discusión

Influencia de la luz en la síntesis de etileno

Los resultados obtenidos de la producción/emisión de etileno por el material vegetal, en condiciones de iluminación y de oscuridad son representadas graficamente en la figura 1. En las figuras 2 y 3 son representados los valores de los índices de crecimiento (valores de alargamiento, figura 2 y los valores del peso fresco y del peso seco, figura 3) del mismo material, en las mismas condiciones de iluminación y de oscuridad.





Fig. 1 – Efecto de la iluminación y de la oscuridad en la síntesis de etileno en raíces e hipocótilos. Los resultados representan las medias errores-patrón de los valores verificados en 5 experiencias. Todos los valores difieren significativamente en relación a los valores del respectivo control. (Método t, P  0,05).










Fig. 2 – Efecto de la iluminación y de la oscuridad en el alargamiento de raíces e hipocótilos. Los resultados representan la media  errores-patrón de 5 experiencias. Los valores difieren significativamente de los valores del respectivo control. (Método t, P 0,05).










Fig. 3 – Efecto de la iluminación y de la oscuridad en los pesos fresco y seco de raíces e hipocótilos. Los valores correspondem a las medias  errores-patrón de 5 experiencias. Los valores difieren significativamente de los valores del respectivo control. (Método t, P  0,05).




Del análisis de la figura 1 se verifica que la luz tiene de hecho influencia en la biosíntesis de etileno. Se constata la existencia de un aumento significativo de la producción/emisión de etileno en condiciones de iluminación en ambos tejidos vegetales (raíces e hipocótilos). En el caso de las raíces se verifica un aumento en la producción/emisión de etileno cerca de 60% y en los hipocótilos cerca de 56%. Analizando estos números porcentuales, se verifica que la respuesta en los dos tejidos es semejante, en el sentido del aumento, superior a 50%, de la produción/emisión de etileno en relación al control.

Interpretar la producción/emisión de etileno, por los dos tejidos en condiciones de iluminación, se vuelve complicado, en la medida en que, la luz puede influenciar varios procesos bioquímicos complejos, como por ejemplo la fotosíntesis (en el caso de los hipocótilos), la transpiración, la apertura de los estomas, la actividad de determinadas enzimas (ACCO e ACCS) y proteínas, la concentración de radicales libres, la permeabilidad de las membranas, la actividad del fitocromo B, entre tantos otros que, de un modo directo o indirecto, podrán tener influencia en la biosíntesis de etileno. Así, siendo tan vasta la posibilidad de alteraciones químicas en una célula iluminada, se vuelve difícil justificar el aumento de la producción/emisión de etileno encontrados en ambos tejidos. Todavía, el aumento porcentual de la producción/emisión de la hormona verificada en las raíces y pelos hipocótilos, sugieren que la luz desempeña un papel significativo en el aumento de la síntesis de esta hormona.

Los resultados indicados en la figura 2 indican que la luz influye, de modo significativo, en el alargamiento del material vegetal (raíces e hipocótilos). Se constata que, en condiciones de iluminación, existe una disminución significativa del alargamiento, en ambos tejidos. En estas condiciones, se verifica una inibición cerca de 22% del alargamiento en las raíces y cerca de 48% en los hipocótilos.

Como en el caso anterior, también la variación de este índice de crecimiento puede ser resultado de varios procesos químicos alterados por la luz, cuyo balance final de interacciones moleculares desencadenan un proceso inhibitorio del alargamiento. Por ejemplo, procesos que pueden ser desencadenados por la luz, como la oxidación de proteínas, lípidos y glícidos, alteraciones del DNA, formación de radicales libres (que promueven la síntesis de etileno), variación de las permeabilidades de las membranas, entre otros que pueden influir, de modo directo o indirecto, el alargamiento de los tejidos vegetales.

Del análisis de las figuras 1 y 2 se verifica que, la luz promueve, de modo significativo, la producción/emisión de etileno y una disminución, también significativa, del alargamiento de las raíces e hipocótilos. Intentando ahora relacionar la variación de la síntesis de etileno con la variación del índice de crecimiento – alargamiento (en condiciones de iluminación) verificados en esta experiencia, parece que, una vez estimulada la producción/emisión de etileno (en este caso inducida por la luz) existe una disminución del alargamiento de las raíces y de los hipocótilos.

Son varios los procesos bioquímicos que regulan, de modo positivo o negativo, el alargamiento de los tejidos vegetales, como los referidos anteriormente, bien como la acción de otras hormonas (como las auxinas que promueven el crecimiento celular) y mismo de interacciones entre ellas, desencadenando respuestas diferentes por parte de las plantas, dependiendo de la edad de estas de las condiciones ambientales, del tipo de órgano, entre otros.

Con todo, con base en los resultados obtenidos, se verifica la existencia de una relación entre síntesis de etileno y alargamiento, pudiéndose justificar la disminución significativa del alargamiento, verificada en esta experiencia, como una consecuencia del aumento, también significativo, de la producción/emisión de etileno en condiciones de iluminación.

De la observación de los resultados de la figura 3 se verifica la existencia, tanto en raíces cómo en hipocótilos, de una disminución significativa de los valores del peso fresco y del peso seco en condiciones de iluninación.

Como se ha referido anteriormente, los mecanismos que pueden ser influenciados por la luz son varios y complejos, siendo la respuesta de la planta una consecuencia del balance de todos esos mecanismos y de interacciones entre ellos, dificultando por tanto, la discusión de los resultados.

Del análisis de los valores se verifica, en condiciones de iluminación, un decrecimiento significativo de los valores de peso fresco en ambos tejidos. Esta disminución podrá ser debida a un menor teor de hidratación de los tejidos frescos cuando son expuestos a la luz.

Comparando los resultados obtenidos en la figura 1 y en la figura 3, se verificae que, como en el caso anterior, un aumento significativo de la producción/emisión de etileno es acompañado por un decrecimiento significativo de estos dos índices de crecimiento (peso fresco y peso seco). Estos resultados sugieren que, no siendo el etileno una hormona de crecimiento, este pode, en tanto, desempeñar un papel regulador de los índices de crecimiento, peso fresco y peso seco.

Influencia de la luz en la actividad de las enzimas ACC - oxidasa y ACC- sintasa

Verificado el efecto estimulador de la luz en la producción/emisión de etileno, se realizaron experiencias cuyos resultados son representados en la figura 4. En esta figura se encuentran los valores de etileno producidos por raíces e hipocótilos, cuyas semillas fueron germinadas en condiciones de iluminación o oscuridad, con y sin inhibidores de las enzimas de la vía de la metionina.


Del análisis de la figura 4 se verifica que, con el uso de la solución de AOA + CoCl2. (inhibidores de las enzimas de la vía metionina), existe una disminución significativa de los valores de producción/emisión de etileno en condiciones de iluminación, en relación a los valores de producción/emisión de etileno sin la aplicación de la solución de inhibidores y en las mismas condiciones de iluminación. Se verifica, también, una disminución significativa de los valores de producción/emisión de etileno con la aplicación de la solución de inhibidores, en condiciones de oscuridad en relación a los valores de producción/emisión de la hormona sin la aplicación de la solución de inhibidores y en las mismas condiciones (oscuridad).

Comparando los resultados de las experiencias realizadas en condiciones de iluminación o en condiciones de oscuridad en la presencia y en la ausencia de la solución de inhibidores, se verifica que, en la presencia de inhibidores (quer en condiciones de iluminación, quer en condiciones de oscuridad) existe una disminución significativa de la producción/emisión, verificándose así el efecto inhibitorio de la solución aplicada.

En la experiencia en que se aplicó la solución de inhibidores y que fue realizada en condiciones de iluminación, se verifica una inhibición de la producción/emisión de etileno cerca de 84% en las raíces y cerca de 68% en los hipocótilos, en relación a la experiencia realizada sin inhibidores y en las mismas condiciones de iluminación. En la experiencia en que se aplicó la misma solución de inhibidores y que fue realizada en condiciones de oscuridad, se verifica una inhibición de la producción/emisión de etileno cerca del 70% en las raíces y cerca del 84% en los hipocótilos, en relación a la experiencia realizada sin inhibidores y en la ausencia de luz.

Comparando ahora los valores obtenidos de las experiencias en que se aplicó la solución de inhibidores en la presencia y en la ausencia de luz, se constata que, en condiciones de oscuridad, existe una disminución significativa de la producción/emisión de etileno, en relación a la experiencia utilizada en condciones de iluminación. En el caso de las raíces se verificó la existencia de una inhibición de la producción/emisión de etileno cerca de 70% y en los hipocótilos cerca de 84%.

El hecho de ser verificar un gran porcentaje de inhibición de la producción/emisión de etileno, por ambos tejidos, en condiciones de oscuridad y con la aplicación de la solución de inhibidores, en relación a la producción/emisión de la hormona en condiciones de iluminación y con la aplicación de la solución de inhibidores, puede concluirse que la luz desempeña un fuerte papel promotor de la síntesis de etileno en la vía da metionina, no excluyendo con todo, la hipótesis de que, el etileno producido en condiciones de iluminación sea también consecuencia de otra vía de síntesis de la hormona en causa, paralela a la vía de la metionina, también ella influenciada por la luz.


De los valores representados en la figura 5 se verifica la existencia de un aumento significativo de la actividad de la enzima ACCS en condiciones de iluminación, en ambos tejidos (raíces e hipocótilos).

En el caso de las raíces se verifica un aumento cerca de 69% y en el caso de los hipocótilos cerca de 37% de la actividad de esta enzima. Estos resultados sugieren que la luz tiene influencia en la actividad de la enzima ACCS, siendo la variación de la actividad de esta enzima una posible explicación para el aumento de los valores de etileno verificados anteriormente. Se verifica, en tanto, una diferencia significativa del aumento del porcentaje de la actividad de esta enzima en las raíces relativamente a los hipocótilos, no reflectiéndose, en tanto, en diferencias significativas de los porcentajes de producción/emisión de etileno verificadas en los resultados en la figura 1. Estos resultados sugieren que, embora la luz influencie la actividad de la enzima ACCS en ambos tejidos el aumento de la producción/emisión de etileno verificado en condiciones de iluminación, puede ser también debido a un aumento de la producción/emisión de etileno por otra vía paralela a la vía de la metionina, nomeadamente en el caso de los hipocótilos, cuya porcentaje de la actividad de la enzima es menor de lo que la verificada en las raíces.

De los valores representados en la figura 6 se constata que, también en este caso, existe un aumento significativo de la actividad de la enzima ACCO, quer en raíces quer en hipocótilos, en condiciones de iluminación. Los porcentajes de estimulación para la actividad de esta enzima fue cerca de 29% en las raíces y cerca de 27% en los hipocótilos. Estos valores sugieren, igualmente, que la luz tiene influencia en la actividad de la enzima ACCO. Habiendo sido verificados valores de la actividad de la enzima ACCO, en ambos tejidos, no muy elevados, es lícito justificar el aumento de la producción/emisión de etileno, en condiciones de iluminación, probablemente también a través de otra vía de síntesis de etileno.

Influencia de la luz en la formación de la ACC y de MACC

En el cuadro 1 se encuentran los valores referentes a la cuantificación do teor de ACC y de MACC.

Cuadro 1: Valores de la concentración de ACC y de MACC producido por raíces e hipocótilos cuyas semillas fueron germinadas a la luz y a la oscuridad. Todos los valores difieren significativamente en relación a los valores del respectivo control. (Método t, P  0,05).

Raíces
Oscuridad

Cada valor representa la media  error-patrón de 4 raíces o 4 hipocótilos.

Los valores obtenidos y representados en el cuadro 1 indican que, en condiciones de iluminación, existe, quer en raíces, quer en hipocótilos, un aumento significativo de la converssión del sustrato SAM en ACC (reflectiéndose en un aumento de la concentración de ACC), y aún una diminuición significativa de la conversión de ACC en MACC (reflectiéndo en un decrecimiento de la concentración de MACC).